Agro-acuicultura integrada: manual básico (FAO)

FAO/ICLARM/IIRR
Agro-acuicultura integrada: manual básico
FAO Documento Técnico de Pesca No 407. Roma, FAO. 2003. 159 p.

Resumen

Este documento es una versión editada y ligeramente corregida de información tecnológica de agro-acuicultura integrada (IAA) anteriormente publicado. Contiene 38 capítulos en siete secciones, evidenciando los temas y las características básicas de los sistemas de IAA y haciendo amplio uso de dibujos pictóricos y representaciones visuales.

Las consideraciones socioculturales, económicas y ambientales en la introducción de las técnicas IAA se presentan en los cuatro primeros capítulos. Esta sección continúa con una síntesis de los sistemas agrícolas integrados de cultivo, proporcionando los seis ejemplos, que van desde sistemas integrados de gramíneas con peces y de terraplenespeces en la República Popular China pasando por el sistema VAC en Viet Nam del Norte hasta métodos de ciclo-corto en estanques y zanjas estacionales en Bangladesh.

La siguiente sección contiene cuatro capítulos que tratan de integración animales-peces en sistemas basados en gallinas, patos y cerdos. Dos secciones con un total de 16 documentos tratan varios aspectos de los sistemas arrozales peces, empezando con ocho ejemplos técnicos de cinco países, incluyendo los sistemas de regadío, arrozcamarones en áreas costeras y arroz-langostinos en áreas de agua dulce. Ocho presentaciones más dan recomendaciones sobre la elección del lugar, preparación del arrozal, siembra y alimentación de los peces, gestión del arrozal y problemas del control integrado de plagas dentro de cultivos arroz-pez. Otra sección con cuatro documentos trata aspectos de la alimentación y gestión de los peces en IAA, tales como el uso de abonos animales, aguas servidas domésticas y estiércol fermentado en bio-digestores en estanques, así como fuentes vegetales de alimento para los peces. La última sección contiene cuatro capítulos sobre la reproducción y crianza del pez, enfocando la producción de alevines y juveniles y enfatizando las especies de carpa. Esta incluye una descripción de la reproducción de la carpa trigales y la crianza de los alevines en arrozales como actividades durante la estación de barbecho, así como la cría de alevines a juveniles en arrozales.

Este manual intenta dar a los jefes de organizaciones y de otras organizaciones relacionadas con la agricultura y el desarrollo rural una visión general y una base para comprender mejor los principios de IAA y ayudarlos a decidir sí embarcarse en actividades IAA e incluir éstas en sus programas de actividades. Para aquellos que trabajan directamente con los agricultores, este documento muestra algunos buenos ejemplos de IAA, pero no pretende ser un manual de procedimientos que deban seguirse al pie de la letra. Más bien, este manual debería ayudar a convencer a sus lectores/ usuarios que los agricultores pueden mejorar sus niveles de vida ya sea introduciendo IAA, o desarrollando posteriormente las muchas oportunidades IAA en sus ya existentes granjas dentro de sus comunidades.

Distribución:

FAO Departamento de Pesca

FAO Oficiales Regionales y Subregionales de Pesca

Autores

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Acuicultura y sus Efectos Parte 3 Final

II.4.6 Es importante mencionar que eventos naturales, como descargas de los ríos y ciclones, pueden provocar un aumento en las concentraciones de nutrientes. En un estudio realizado en el estuario del Rio Neuse (Estados Unidos), Paerl et al. (1998) encontraron a lo largo del año distintos patrones de concentración de N y P disueltos en las descargas de agua dulce. Cuando las descargas aumentaban, eran seguidas de incrementos notables en la productividad primaria, que daban como consecuencia condiciones de hipoxia y anoxia en los sedimentos (debido a la precipitación de materia orgánica de la columna de agua) y finalmente se registraba la muerte de la macrofauna del lugar.
Es difícil predecir estos fenómenos, ya que los modelos que simulan la hipernutrificación y eutroficación, aunque han sido adecuados en ambientes dulceacuícolas, en ambientes costeros han tenido poco éxito. En este sentido Barg (1992) señala que las dificultades resultan de la influencia que tiene la salinidad en la estratificación, la resuspensión por oleaje y lo complicado que resulta cuantificar las interacciones entre los procesos biológicos, químicos y físicos que se dan en estos ambientes.
En el presente es imposible predecir la eutroficación resultado de la hipernutrificación causada por las granjas acuícolas. Mediciones directas de la cantidad de nutrientes y de la producción primaria, pueden dar una estimación de biomasa fitoplanctónica. No obstante, el nitrógeno adicional no necesariamente es aprovechado por el fitoplancton. A pesar de que haya altas concentraciones de nutrientes en el medio, el crecimiento del fitoplancton puede estar limitado por otros factores como la cantidad de luz y la mezcla vertical (Barg, 1992). Por otro lado, las condiciones hidrográficas como flujos de agua y tasa de recambio de los cuerpos de agua semicerrados, pueden limitar la acumulación de biomasa fitoplanctónica.
Un enriquecimiento moderado de nutrientes al medio pudiera ser benéfico para aumentar la producción de pelágicos marinos; pero tal incremento no se ha demostrado. Experimentos con 20 sistemas naturales en los cuales se manipuló la presencia de nutrientes, consumidores y peces, revelaron que aunque existe un incremento en el fitoplancton, este efecto es atenuado en los niveles tróficos superiores. Una de las razones puede ser que la eficiencia para transferir la producción primaria a los niveles más altos dependa de la calidad del alimento, ya que frecuentemente el incremento en la proporción de microalgas no comestibles acompaña al enriquecimiento antropogénico de nutrientes. Finalmente en sistemas marinos abiertos, la advección o pérdida de nutrientes e individuos del sistema focal, puede abatir las interacciones biológicas en los niveles tróficos adyacentes (Micheli, 1999).
Si se examinan en conjunto los efectos de las descargas de los asentamientos urbanos, de la agricultura, la acuicultura y la actividad industrial, existe una alta correlación entre el grado de contaminación costera y los eventos de florecimientos de algas y de mareas rojas. En los florecimientos de algas, se observa primero un incremento en diatomeas, seguido por uno de dinoflagelados (este fenómeno posiblemente esté asociado con el decremento de las razones Si:P, N:P), varios de los cuales producen toxinas (Mclean, 1993).
Debido a este motivo, la zona costera de los países en desarrollo es un foco de atención para los especialistas en manejo ambiental, debido a que se prevé un manejo inadecuado de los recursos y una destrucción masiva de los hábitats, por lo que se espera un aumento en la presencia de florecimientos de algas (GESAMP, 1990).
Algunos de los productos tóxicos de las microalgas presentes en las mareas rojas son venenos neurotóxicos, veneno de la diarrea, ácido domoico, veneno paralítico (saxitoxinas), tetrodoxinas y anatoxinas. Algunos florecimientos de fitoplacton no son tóxicos, pero causan mortalidades por el déficit de oxígeno en el sedimento como consecuencia de la acumulación de materia orgánica (Maclean, 1993) y como consecuencia los organismos en cultivo puede ser afectados por estos eventos.

II.5 Destrucción de manglar
II.5.1 Importancia ecológica del manglar. El término de manglar se refiere a varias especies de árboles capaces de vivir en agua y suelo salado, los cuales forman densos bosques en la línea de la costa. Se estima que hay 24 millones de hectáreas de manglar en los países tropicales y subtropicales del mundo. Las comunidades de manglar son fuentes de importantes aportaciones de materia orgánica a los esteros y lagunas costeras. En un estuario del sur de Florida, se estimó que 40% del detritus total era aportado por el manglar (Pillay, 1992). La materia orgánica es aprovechada por organismos que habitan en estas zonas, a tal punto que se considera que varias pesquerías de peces y crustáceos están soportadas por esta fuente de alimento (Clark, 1992).
Por otro lado el manglar provee de hábitat a varias especies terrestres (entre ellas las aves, lagartos y mamíferos pequeños) y acuáticas (peces, crustáceos y moluscos), varios de los cuales pasan las primeras etapas de vida en esta zona de refugio y alimentación. Otra importante función se refiere la estabilización de sustrato y formación de barreras que protegen a la zona costera en caso de tormentas (Pillay, 1992).
El valor económico del manglar generalmente es subestimado. Muchos de los beneficios que éste ofrece no han sido evaluados o son ignorados y como consecuencia difícilmente son convertibles con valores actuariales. En opinión de Clark (1992), el mayor peligro para los bosques de manglar es la decisión de los humanos de convertirlos en áreas residenciales, comerciales, agrícolas, industriales o acuícolas.
El manglar, aunque resistente a ciertos fenómenos físicos, puede morir debido al aumento de salinidad (por obstrucción de canales), excesiva sedimentación o derrames de petróleo. En general se proponen las siguientes medidas para protegerlo a) no alterar la calidad y tiempo de las descargas de agua dulce al manglar, b) no alterar la frecuencia de inundación por mareas y patrones de circulación superficial y c) no alterar la estructura física, las propiedades químicas y las actividades biológicas del sedimento (Clark, 1992).

II.5.2 Construcción de granjas en el manglar. El cultivo de camarón ha sido señalado como la principal causa de la destrucción de manglar en los países tropicales y subtropicales. Lo anterior ha llamado la atención internacional, ya que actualmente se reconoce que estas comunidades son un recurso valioso (Csavas, 1993). En 1983, se estimó un total global de 243,000 km2 de manglar, si se asume que las 765,000 ha de camarón existentes en 1988 se construyeron sobre esta comunidad, ésto representa menos del 5% del recurso global. Sin embargo, muchos países como China han desarrollado la camaronicultura en áreas desprovistas de manglar.
La acuicultura ha contribuido a esta deforestación (pero no ha sido la principal causa), pero es difícil cuantificar con exactitud el área utilizada para la acuicultura. Países como Filipinas, Tailandia, Malasia, Indonesia y Ecuador han contribuido significativamente, pero a pesar de ello el área total deforestada por la acuicultura continúa siendo menor al 5% del recurso global (Phillips et al., 1993).

Existe la creencia de que el cultivo de camarón ha crecido a expensas de la destrucción de los manglares (Landesman, 1994; Rosenthal, 1994), aunque la relación entre el área de manglar y la producción de camarón en diferentes países parece ser inverso (Figura 30). Los manglares son áreas sub-óptimas para el cultivo de camarón, ya que la construcción de estanquería es difícil y costosa, el suelo es muy ácido y su mejoramiento implica costos adicionales (Pillay, 1992). La única ventaja que representan es la obtención de semilla (juveniles) silvestre para ser sembrada en las granjas (Barg, 1992), pero esta tendencia tiende a desaparecer (Menasveta, 1997).
Barg (1992) sugiere que la ubicación de estanquería en áreas de manglar debe ser usada como última opción. Primero debe ser evaluada la alternativa de construir tierra adentro, o bien utilizar las granjas que ya fueron abandonadas. En caso de que no exista otra alternativa al desmonte, se debe evitar el daño a las ensenadas y recodos de manglar que son zonas de refugio y alimentación de crías.

II.5.3. Otros usos del manglar. Además de la construcción de granjas acuícolas, el manglar tiene diversos usos. Al respecto la Unión Internacional Para la Conservación de la Naturaleza y Recursos Naturales (UICN), ha contabilizado 24 usos de los manglares (Pillay, 1992), algunos de los cuales se resumen en la tabla 21, junto con las estimaciones de la escala de impacto que tienen estas actividades, entre ellas resalta el impacto que genera la obtención de madera.
Como se observa, la acuicultura no es la actividad más destructiva de las comunidades de manglar, ya que otros usos deforestan áreas mayores. Uno de los países que más se ha criticado por la destrucción de manglar en Asia es Tailandia. Entre las consecuencias más graves se señalaba la disminución de la pesca de camarón a raíz de la construcción de granjas. Sin embargo, este país ratificó en 1981 las 12 millas de mar territorial con los países vecinos, de manera que perdió casi el 50% de sus zonas tradicionales de pesca, lo cual explica porque a partir de esa fecha el volumen de camarón capturado disminuyó (Menasveta, 1997).

Aunque es cierto que en Tailandia se destruyó más de la mitad del manglar entre 1961 y 1993, la deforestación para fines de camaronicultura contribuyó con el 17% del área total, mientras que otros usos utilizaron el 36% de esta comunidad (Figura 31). La mayor tasa de destrucción ocurrió en los años de 1979-1986. A partir de esta fecha la deforestación disminuyó significativamente; mientras que la producción de camarón por acuicultura incrementó, como resultado de la construcción de granjas tierra adentro y de la modernización en las técnicas de cultivo (Menasveta, 1997).
El manglar como filtro de efluentes de camarón. Las comunidades de manglar y pastos marinos pueden procesar a largo plazo los nutrientes. Robertson y Phillips (1995) estimaron en Tailandia que la comunidad de manglar puede soportar cargas de 71 kg×Ha-1×año-1 de N y 20 kg×Ha-1×año-1 de P. Lo anterior indica que se requieren de 2 a 3 ha de manglar para asimilar la descarga de nutrientes de una ha de camarón en cultivo semi-intensivo y hasta 22 ha de manglar para una ha de cultivo intensivo de camarón. Aunque, Boto et al. (1989) señalan que la comunidad de manglar puede tolerar sostenidamente hasta 300 kg×Ha-1×año-1 de N y 30 kg×Ha-1×año-1 de P.
No obstante, antes de que los manglares puedan ser usados como filtros de las granjas camaroneras, se debe realizar más investigación respecto a los efectos de las altas concentraciones de amonio y de materia orgánica particulada de los efluentes, sobre los procesos de transformación de nutrientes en los sedimentos del manglar, además sobre el crecimiento de los árboles (Robertson y Phillips, 1995).

II.6 Conclusiones
a) La acuicultura al igual que otras actividades productivas requiere de insumos, utiliza espacios y genera desechos. En los últimos años ha crecido de manera importante y en forma acelerada y este fenómeno ha generado diversos tipos de impacto en el ambiente, provocados por las especies cultivadas, por las sustancias químicas y otros insumos empleados o bien por la naturaleza de las áreas ocupadas.
b) Mantener la diversidad de plantas y animales así como la estabilidad de los sistemas acuáticos y terrestres es prioritario, y además hay que considerar que en la actualidad gran parte de la actividad acuícola está directamente influenciada por el ambiente. A largo plazo, se deben buscar formas de mantener el equilibrio de los sistemas naturales, al mismo tiempo que se satisfacen las necesidades de bienestar de la población humana.
c) El cultivo de los OGM acuáticos plantea interesantes alternativas para incrementar a futuro la cantidad y calidad de productos acuáticos. La inserción de genes puede mejorar las tasas de crecimiento y de sobrevivencia además de permitir cultivar especies donde anteriormente no era posible. Descartar a priori su uso puede ser incorrecto, ya que actualmente hay varios países en el mundo con déficit de alimentos, no obstante las consecuencias de su utilización deben ser debidamente valoradas, como es el caso del uso de especies introducidas a ambientes diversos de su hábitat original.
d) En la actualidad se cuenta con un panorama general de los impactos ambientales que son provocados por la acuicultura, pero se requiere más información tanto de campo como de laboratorio, con base en la cual se puedan desarrollar medidas apropiadas para el manejo de cultivos y la mitigación de sus impactos al ambiente.
e) Desde el punto de vista técnico, este tipo de trabajo es multidisciplinario por lo cual se deberá desarrollar una mayor colaboración entre los sectores productivo, gubernamental y académico; del mismo modo la interacción y retroalimentación entre ellos deberá mejorar, especialmente considerando el punto siguiente, que se hizo evidente en esta revisión.
El enfoque global que propone la FAO para tratar los impactos de la acuicultura es correcto, ya que las acciones tomadas en un país en algunos casos repercuten en otros, creando problemas regionales, que deberán ser discutidos y resueltos considerando que el desarrollo equilibrado de esta biotecnología es prioritario a escala mundial, por lo cual la resolución de los problemas o de las divergencias sectoriales, regionales e internacionales debería ser parte de las prioridades a corto plazo para los tres sectores mencionados.

Acuicultura y sus Efectos Parte 2

II.3.12 Problemas asociados con el uso de productos químicos
a) Desarrollo de resistencia a los antibióticos. Las bacterias pueden desarrollar rápidamente resistencia a los antibióticos, la rotación de estos compuestos para el tratamiento de infecciones bacterianas es altamente recomendable.
En una serie de experimentos realizados con bacterias aeróbicas, se comprobó que éstas desarrollaron resistencia a oxitetraciclina y ácido oxolínico después de ser expuestas solo por 2 días (Midlen y Redding, 1998). Al igual que otros autores, Chua (1993), señala que la creación de resistencia en las bacterias tiene dos efectos: el primero se refiere a que pone en peligro la viabilidad del proceso de cultivo en las granjas y el segundo a las implicaciones en la salud humana. En lo que se refiere al el primer efecto, Austin (1993) demostró que el uso de antibióticos en las granjas disminuye la población bacteriana durante el tratamiento, pero cuando éste termina aumenta su concentración, rebasando los niveles pre-tratamiento. Además las bacterias que en ocasiones ya han creado resistencia, salen de la granja a través de los efluentes.

b) Persistencia de los residuos en el ambiente. La persistencia depende del tipo de compuesto, y de las condiciones ambientales presentes; algunos, como la formalina, tienen una vida media de 36 h, algunos antibacteriales tienen una vida media menor a un día. Otros como la oxitetraciclina, ácido oxolinico y flumequina pueden persistir en el sedimento al menos por 6 meses. En este sentido Midlen y Redding (1998), señalan que es difícil establecer la naturaleza y severidad de los efectos de las sustancias químicas en el ambiente, ya que los resultados de laboratorio donde se simulan las condiciones reales, no siempre concuerdan con las observadas en campo.
c) Efectos en la comunidad microbiana. El uso continuo de antibióticos crea resistencia y afecta la composición de flora bacteriana. Un cambio en la estructura de la comunidad bacteriana de los sedimentos afecta el proceso de descomposición de la materia orgánica y por lo tanto interfiere en el ciclo de algunos nutrientes (Chua, 1993). En un estudio donde se realizaron mediciones de abundancia bacteriana y presencia de antibióticos, se observó que a 2 días de aplicar alimento medicado, la abundancia de bacterias disminuyó a una tercera parte de la inicial; la tasa de reducción de sulfato (como indicador de mineralización de sedimento orgánico) fue afectada significativamente y tardó 2 meses en recuperar los niveles previos al tratamiento (Middlen y Redding, 1998). Estudios realizados en granjas de salmón de Noruega, estimaron que en 1989, solo del 20 al 30% de los antibióticos administrados en el alimento eran asimilados por los peces, el resto, en forma de heces y de alimento no utlizado era dispersado al ambiente y llegaba al sedimento o quedaba disuelto en la columna de agua (Pillay, 1992).
d) Impacto en la acuicultura. El uso de sustancias químicas en la acuicultura puede afectar negativamente a las granjas y laboratorios. Un estudio realizado en un laboratorio de Penaeus monodon en la India resaltó la importancia del uso moderado de antibióticos en los laboratorios. Los resultados obtenidos por Karunasagar et al. (1994), indicaron que hubo mayor resistencia a los antibióticos en las muestras tomadas dentro de las instalaciones que en el agua marina de entrada.
e) Impacto en las pesquerías. En muchas partes del mundo la acuicultura coexiste con las pesquerías y es posible que los organismos acuáticos pescados en las cercanías de las granjas puedan estar afectados por residuos de sustancias químicas usadas en las granjas. Un ejemplo de esto se presentó en Noruega, donde se tomaron muestras de tejidos de jaiba, mejillones y varios peces. En los peces se encontraron concentraciones de 3,800 partes por millón de ácido oxolínico, que es muy alto para el consumo humano (Midlen y Redding, 1998).
Los acuicultores en ocasiones carecen de preparación técnica e intentan resolver sus problemas sanitarios incrementando las dosis de biocidas. Pero algunos invertebrados son muy susceptibles (sobre todo a los compuestos químicos orgánicos y a los que contienen metales) provocando severas mortalidades (Bardach, 1997). En este sentido, Pillay (1992) señala que los anestésicos, desinfectantes y biocidas usados en las granjas y laboratorios, en general no son especie-específicos, por cual pueden causar efectos letales y sub-letales en organismos acuáticos que habitan cerca de los centros acuícolas.
f) Efectos en la salud humana. Existen pocos estudios acerca de la eliminación de antibióticos en el tejido de los peces después de las terapias. Información de especies tropicales acerca de la persistencia de medicamentos, indica que ésta puede ser de horas a días e incluso semanas. Los riesgos para la salud humana al consumir peces dependen del tipo de compuesto y pueden incluir alergias y desordenes neurosensoriales (Kanamicina), aplasia de la médula ósea (Cloramfenicol), desórdenes digestivos y renales (Oxitetraciclina y Furazolidona), alergias (Eritromicina), desordenes renales y alergias (sulfonamidas y Trimetropim) (Beveridge y Phillips, 1993).

No cabe duda que usar sustancias químicas en la acuicultura tiene desventajas y se deben buscar opciones viables como el uso de vacunas y la aplicación de otras técnicas para atacar las infecciones en las especies en cultivo. Subasinghe y Bernoth (2000) resaltan la importancia que tiene el uso de las herramientas moleculares de diagnóstico rápido desarrolladas en los últimos años, las cuales proveen una forma eficiente de investigar la patología e inmunología de infecciones específicas. Ensayos en laboratorio pueden facilitar el estudio de la progresión de las enfermedades y del sistema inmune para activar los mecanismos específicos de defensa.
II.4 Efluentes acuícolas
II.4.1 Composición de los efluentes acuícolas. En los efluentes acuícolas, las sustancias, sus niveles y patrones de descarga al medio ambiente, dependen de la especie cultivada, del sitio y del sistema de cultivo usado. Por otro lado presentan variación espacio temporal y son afectadas por procesos físicos como corrientes, salinidad y temperatura.
Los tipos de desechos producidos por las granjas acuícolas son básicamente similares, aunque existen diferencias en la calidad y cantidad de los mismos, dependiendo del sistema y de la especie de cultivo (Pillay, 1992). Los principales tipos de descarga en laboratorios y granjas son a) residuos de heces y metabolitos, b) restos de alimento, y c) residuos de desinfectantes, antibióticos y biocidas.
En lugares con alta densidad de estanques, como el caso de sistemas semi-intensivos de camarón, las descargas de las granjas pueden tener efectos considerables en cuerpos de agua cerrados. Además, cuando las descargas de algunas granjas son drenadas cerca de las tomas de agua de otras, se crean efectos de contaminación cruzada ya que los nutrientes, la materia particulada y los microorganismos pueden pasar de una granja a otra (Phillips y Barg, 1999).

II.4.2 Heces y metabolitos. La producción de heces y metabolitos depende de la cantidad de organismos que se cultivan en una granja. Estudios experimentales con trucha arco iris, mostraron que la cantidad de sólidos y metabolitos orgánicos están directamente relacionados con la cantidad de alimento agregado, estimando que por cada kg de alimento consumido, se obtenían 260 g de heces. Los constituyentes más importantes de las heces son compuestos que contienen carbono, nitrógeno y fósforo (carbohidratos, lípidos y proteínas), pudiendo encontrar otros como vitaminas, hormonas, y antibióticos. Las excreciones se componen en su mayoría de urea y amonio. La materia particulada (heces y restos de alimento) pasan al sedimento, donde ocurren procesos físicos de fraccionamiento y biológicos de remineralización.
La digestibilidad de una dieta depende de su composición; en el caso de la trucha arco iris se encontró que las dietas que contienen poca proteína y altas concentraciones de carbohidratos son menos digeribles. La digestibilidad de los componentes de una dieta, gobierna la excreción de heces y amonio (Pillay, 1992).
En este sentido Beveridge y Phillips (1993) señalan que es posible estimar la producción de heces con base en la digestibilidad de la dieta (Tabla 13); pero en este cálculo hay variables que no se consideran, como el efecto de la temperatura, el tamaño del cuerpo, el estado de salud y los efectos sinergéticos y antagonistas de los componentes de la dieta, de manera que tales estimaciones deben considerarse como aproximadas.
En los moluscos, la cantidad de heces producidas puede llegar a ser considerable: se ha estimado que en una balsa con 800,000 mejillones se pueden filtrar diariamente hasta 70x106 L×d-1 de agua con una producción de heces y pseudoheces de 180 toneladas en un ciclo (Figueras, 1989). En Japón se estimó que en un periodo de 9 meses 420,000 ostras produjeron 16 toneladas de heces y pseudoheces (Pillay, 1992).

Conocer la cantidad de amonio que es desechado resulta de gran utilidad cuando se determina el balance de masas del nitrógeno. Además de verificar la eficacia de un sistema de cultivo, el balance de masas se utiliza para cuantificar la descarga de nutrientes de las granjas y evaluar de esta manera su impacto sobre el cuerpo de agua receptor.
Existen pocos estudios acerca de la excreción de amonio en condiciones naturales; algunas determinaciones de la excreción de camarón en laboratorio se presentan en la tabla 14; por otro lado en la tabla 15 se muestran datos de excreción de nitrógeno en peces de agua dulce. En ambos se observa que existen amplios intervalos de variabilidad para la mayoría de las especies, la cual se debe al hecho de que la excreción de nitrógeno depende en gran medida de la dieta consumida y de la temperatura.

II.4.3 Restos de alimento. En algunos casos los desechos de las granjas pueden incluir cantidades considerables de alimento no consumido, cuya pérdida depende de factores como el comportamiento alimenticio, la estabilidad del alimento en el agua, el método de distribución, las horas de alimentación y el estado de salud de los organismos.
Estudios realizados en granjas de trucha indican que la pérdida de alimento no consumido se encuentra entre el 10 y el 30%. En granjas de salmón la pérdida es del 20% y en estanquería de camarón del 10% (Pillay, 1992). En la India, se estimó que solo el 16% del alimento consumido se convirtió en biomasa, mientras que el porcentaje restante (heces, excreciones y alimento no consumido) llegó al ambiente (Shiva, 1999). Barg (1992) presenta las siguientes ecuaciones, con las cuales es posible estimar la cantidad de materia orgánica particulada derivada de alimento no consumido y heces.
La materia particulada puede caer verticalmente al sedimento, o bien ser dispersada (e.g. jaulas de cultivo de salmón). El desplazamiento horizontal dependerá de la velocidad de la corriente, de la velocidad de sedimentación de la partícula y de la profundidad del cuerpo de agua.
Existen ciertas condiciones que no están consideradas en el modelo, como el posible consumo de alimento por peces silvestres, resuspensión de sedimento, características del fondo (tipo de suelo), efecto de los organismos bentónicos y otros procesos de tipo microbiológico y químico.

II.4.4. Nitrógeno y fósforo. De las descargas acuícolas, especial importancia ha tenido el estudio de los nutrientes nitrógeno (N) y fósforo (P), por su efecto eutroficante en las aguas costeras (Páez-Osuna et al., 1998; Páez-Osuna et al., 1999; Teichert-Coddington et al., 1999).
El balance de masas es una herramienta que permite cuantificar las descargas de nutrientes (N y P), sus cálculos se basan en la tasa de conversión alimenticia, cantidad de alimento agregado, contenido del nutriente en el alimento y en el tejido de la especie cultivada, así como la concentración en el agua, la fertilización, la fauna asociada y el drenaje (Páez-Osuna et al., 1997).
El agua que ingresa a la granja puede ser una fuente importante de nutrientes. Por ejemplo, Teichert-Coddington et al. (1999) registraron en granjas semi-intensivas de camarón de Honduras que el N que entra con el agua representa el 58% del total. Del mismo modo el agua aportó el 44% de P total que ingresó al cultivo.

Valores similares se reportan para el cultivo intensivo de camarón en Tailandia, en el cual el 92% del N ingresó por medio del alimento; se perdió el 45% en el agua y el 13% por denitrificación y volatilización. Respecto al P, el 51% ingresó con el alimento y se perdieron el 10% en el agua y el 84% en el sedimento (Briggs y Funge-Smith, 1995).
Comparando la literatura disponible sobre este tema, resulta evidente que la cantidad de nutrientes que ingresan al medio depende del sistema de cultivo, de su manejo y de las tasas de recambio de agua, que pueden ser diferentes aún en sistemas similares (Hopkins, 1993). Por otra parte, las descargas por unidad de biomasa varían en intervalos más restringidos, aunque en general los sistemas intensivos (camarón y jaulas de peces) producen las mayores descargas.

II.4.5 Efectos en la comunidad bentónica. Los organismos relacionados con los sedimentos blandos (sustratos comunes en esteros y franja costera) incluyen a las bacterias y los invertebrados, los cuales constituyen la mayor parte de la biomasa bentónica. Estos animales se encuentran adaptados a vivir en tres dimensiones, en un ambiente sólido y líquido. Debido a ello los patrones de sedimentación (sus características físicas, químicas y biológicas) tienen gran influencia en estas comunidades (Lenihan y Micheli, 2001).
Las comunidades bentónicas de fondos blandos juegan un importante papel ecológico, pesquerías de crustáceos y moluscos están relacionadas con estos ambientes; además estas comunidades reciclan nutrientes, disminuyen la toxicidad de algunos contaminantes y representan importantes enlaces entre los ecosistemas estuarinos y costeros. Al igual que Ambrose (1984), Lenihan y Micheli (2001) indican que los disturbios de tipo biótico o abiótico pueden perturbar estas comunidades, afectando procesos de reclutamiento, crecimiento y sobrevivencia.


Tomando como base lo anterior, la fauna que habita sobre y dentro del sedimento puede ser usada como indicador del grado de contaminación orgánica consecuencia de la actividad acuícola. Al respecto, Barg (1992) menciona que en el bentos la estructura de la comunidad puede ser modificada como consecuencia del enriquecimiento orgánico del sedimento y que en casos graves se puede presentar la desaparición de la macrofauna. No obstante, Mistri et al. (2000) indican que también se debe considerar que la macrofauna bentónica está sujeta a variaciones espaciales o temporales de la carga orgánica de manera natural.
Es un hecho que los incrementos en el contenido de materia orgánica provenientes de los efluentes de las descargas industriales, urbanas y acuícolas, enriquecen el fondo de los sistemas costeros. En primera instancia, estos depósitos pueden ser una fuente de carbono para los consumidores; aunque, en cantidades altas dan como resultado un incremento en la DBO por parte de las comunidades microbianas, con consiguientes fenómenos de hipoxia (< 2 mg O2×L-1) o de anoxia (0 mg O2×L-1). La hipoxia y la anoxia pueden causar cambios a gran escala en la comunidad, especialmente mortalidad de organismos sésiles y éxodo de los móviles (Lenihan y Micheli, 2001).

 
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Acuicultura y sus Efectos Parte 1

La Acuicultura y sus Efectos

La acuicultura como cualquier actividad humana que explota o maneja recursos naturales para la producción de alimentos, es una fuente de impacto al ambiente, pero al mismo tiempo es una fuente de alimento, de empleo y de ingresos. Esta actividad ha crecido de manera importante en las últimas dos décadas, aportando volúmenes considerables a la producción pesquera mundial; así mismo ha influido de manera importante en la organización de la trama social y en la economía de ciertas regiones del mundo.

II.3 Sustancias químicas usadas en acuicultura
El número de sustancias químicas usadas en acuicultura es amplio, como muchas son las razones por las que son usadas, ya que se requieren en actividades básicas que van desde el mantenimiento de las instalaciones acuícolas y la desinfección de agua, hasta la obtención de color o sexos específicos en los peces (Alderman, 1999).
El grupo de expertos en aspectos científicos para la protección del ambiente marino (GESAMP, 1997) hace una revisión completa de las sustancias químicas que se utilizan en acuicultura costera, mencionando sus aplicaciones y consecuencias. Parte de la información que es presentada a continuación (fue tomada de GESAMP, 1997).

II.3.1 Productos químicos asociados con materiales estructurales. Los materiales estructurales plásticos contienen varios aditivos incluyendo estabilizadores, pigmentos (cromatos, sulfato de cadmio), antioxidantes (fenoles), absorbentes de UV (benzofenoles), retardantes de flamas (organofosfatos), funguicidas y desinfectantes. A pesar de que tienen baja solubilidad en el agua, muchos de ellos pueden causar efectos adversos en la vida acuática en pequeñas dosis.
Existen también productos usados para evitar la colonización de organismos marinos (anti-fouling) en los sistemas de cultivo como jaulas. Entre ellos está el Tributiltin (estaño tributilo), del cual se han encontrados residuos en productos marinos cultivados.
Exceptuando los cultivos en estanquería de tierra, los demás sistemas involucran el uso de algún material en las estructuras de cultivo, como concreto, pinturas, plásticos, fibra de vidrio. Estos materiales son prácticamente insustituibles ya que conforman las instalaciones acuícolas (Alderman, 1999).

II.3.2 Tratamiento de suelo y agua. En el tratamiento de suelo y agua se han usado diferentes compuestos: a) sulfato de calcio o de aluminio-potasio, como floculante para disminuir la turbidez del agua en los estanques; b) ácido etilendiaminotetracético (EDTA), que es un quelante de cationes metálicos divalentes y trivalentes, el cual se agrega al agua de los cultivos larvarios en laboratorios de Asia y Latinoamérica, para disminuir la biodisponibilidad de metales pesados; c) calcio en diferentes formas (CaCO3, MgCO3, Ca(OH)2, CaO), para prevenir o remediar la acidificación de los fondos o para neutralizar la acidez producida por la oxidación de piritas en estanques ubicados en zona de manglar; combinado con fosfato de amonio, se usa también para eliminar depredadores; d) zeolitas, usadas para remover amoniaco, sin embargo se cuestiona su eficacia en aguas marinas.

II.3.3 Fertilizantes. La fertilización es una práctica común en los sistemas semi-intensivos y tiene la finalidad de aumentar la productividad natural mediante la adición de nutrientes que pueden ser de origen orgánico e inorgánico. Los más usados en el cultivo de camarón y peces son los inorgánicos (en diferentes combinaciones de nitrógeno, fósforo y potasio). A pesar de que la fertilización puede aumentar la producción, su uso indiscriminado puede deteriorar las condiciones del suelo y agua y su efecto debiera ser verificado también en términos de calidad del agua efluente y del cuerpo de agua receptor y no solamente como es habitual, en términos de productividad de los estanques.

II.3.4 Desinfectantes. Los desinfectantes se han usado en todo el mundo, se aplican normalmente en los laboratorios de producción de crías, poslarvas y semillas. Los sistemas de cultivo intensivo, también requieren del uso de estos compuestos.
Los desinfectantes universalmente disponibles son, a) N-cloro-p-tolueno sulfamida (cloramina T), usado para la desinfección de tanques, enfermedades bacterianas en branquias de salmón, ectoparásitos en piel y branquias; b) formalina, usada para desinfectar equipo; c) hipoclorito (de sodio o de calcio), usado en la desinfección de tanques y equipo. Este compuesto es altamente tóxico para la vida acuática; su concentración letal media (LC50) a 96 h varía según la especie entre 0.04 y 0.5 mg×l-1. La liberación de cloro al medio sin la previa neutralización con tiosulfato de sodio puede afectar la vida acuática; d) yodo, usado en su forma estable para desinfectar equipo, eliminar bacterias y virus en huevos de peces; e) ozono, usado en los laboratorios de camarón para desinfectar el agua; f) compuestos cuaternarios de amonio (e.g., cloruro de benzalconio) usado para remover parásitos de los peces, en tratamientos para eliminar bacterias y protozoarios, recomendado también como funguicida, es ampliamente usado en las granjas de camarón para controlar infecciones.
La desinfección es una práctica necesaria en las granjas y laboratorios, ya que el agua es un buen medio para la sobrevivencia de microorganismos cuando están fuera del hospedero. Al respecto, Alderman (1999) menciona, que durante el transporte de crías, huevos y organismos adultos de una granja a otra (o de un país a otro), cantidades significativas de agua pueden contener patógenos por lo que el equipo, los vehículos e incluso la ropa pueden ser agentes de transporte de enfermedades.

II.3.5 Agentes antibacterianos. Éstos son usados en todo el mundo, especialmente en los laboratorios de camarón y granjas de salmón. Las enfermedades bacterianas ocurren con mayor frecuencia y son más severas en los cultivos intensivos; por esta razón los antibióticos son muy usados en estos sistemas.
En algunos países está prohibido el uso de bactericidas de amplio espectro como el cloramfenicol, sin embargo en otros su uso es común. El número de compuestos bactericidas es grande y en general son usados para el tratamiento de las enfermedades de peces y crustáceos. Su uso depende de la disponibilidad, del precio y del tipo de agente infeccioso que se desea atacar.
La forma de administración más común es en el alimento y en algunos casos mediante inyecciones. Sobresale el uso de penicilina, amoxicilina, furazolidona, nifurpirinol, eritromicina, cloramfenicol, tiamfenicol, ácido nalidixico, ácido oxolínico, flumequina, rifampicin, trimetropim, oxitetraciclina, clortetraciclina y doxiciclina.
La cantidad de antibióticos usados en algunos cultivos como el salmón puede llegar a ser considerable. En Chile la industria del salmón, con el fin de producir cada vez mayores volumenes de peces, presenta una tendencia creciente en el uso de estos compuestos. En 1990 las granjas de este país usaron en conjunto 13 toneladas de antibióticos, en 1995 aumentó a 65 y en 1998 casi llegó a las 100 toneladas (Claude y Oporto, 2000).

En Noruega por el contrario la cantidad de antibióticos utilizados ha disminuido con el tiempo. Lo anterior se ha logrado gracias a que desde 1990 existen vacunas eficientes para controlar enfermedades bacterianas provocadas por Aeromonas spp, Vibrio spp y Yersinia ruckery (Alderman, 1999).
Si se compara la cantidad de antibióticos usados por tonelada de salmón producida en Chile y Noruega (Figura 21), se observa que Chile ha mantenido un consumo promedio de entre 0.3 y 0.4 kg×tonelada-1, mientras que Noruega presenta una tendencia descendente y a partir de 1996 no reportó el uso de antibióticos.

Noruega y Chile han usado una estrategia diferente respecto al control de las enfermedades; la estrategia de Noruega parece ser la más adecuada a largo plazo, pues el uso de vacunas le ha permitido mantener su producción sin crear efectos negativos por la descarga de antibióticos al ambiente. Chile debe considerar seriamente esta posibilidad, pues a pesar de no haber tenido problemas graves por efectos de resistencia a los antibióticos, el peligro existe y puede afectar gravemente a su producción.

II.3.6 Otros terapéuticos. Además de las bacterias otros microorganismos atacan a los organismos presentes en las granjas y laboratorios y para combatirlos se utilizan a) acriflavina para eliminar protozoarios; b) compuestos de cobre (por ejemplo Aquatrine®) para tratar protozoarios y bacterias filamentosas; c) metronidazol, antiprotozoario de raro uso en las granjas aunque recomendado en acuarios; d) formalina, para eliminar hongos y ectoparásitos, que debe ser manejado con responsabilidad, por ser un agente cancerígeno e) glutaraldehido, recomendado por la Comunidad Europea como sustituto de la formalina, pero su eficacia es incierta y f) algunos otros muy comunes como peróxido de hidrógeno, verde de malaquita (prohibido en Estados Unidos, Comunidad Europea y algunos países de Asia), azul de metileno, permanganato de potasio, para atacar hongos y protozoarios.

II.3.7 Plaguicidas. Como su nombre lo indica, son usados en la eliminación de plagas, entre ellos se encuentra a) amoniaco, usado para matar peces en los estanques antes de la siembra, se usa como amoniaco anhidro o con una mezcla de hidróxido de calcio y amonio; b) Gusathion®, usado en Filipinas para eliminar moluscos en los estanques de camarón; c) Sevin®, para controlar camarones excavadores en estanques de camarón; d) Ivomec® (ivermectina), usado para el control de piojos en cultivo de salmón (de uso limitado); e) nicotina, ocasionalmente usada en Asia para erradicar peces predadores y lombrices durante la preparación de estanques de camarones y peces; f) organofosfatos, para controlar ectoparásitos de peces y crustáceos, su uso afecta severamente el medio acuático ya que nos son especie-específicos; g) Brestan®, Aquatin®, Thiodan®, en el pasado se usaron con mucha frecuencia en Asia para eliminar moluscos, actualmente su uso está prohibido en muchos países debido a su alta toxicidad en concentraciones de nanogramos por litro; h) Rotenona, para la erradicación de peces indeseables, pero con uso muy controlado en algunos países, ya que su inhalación puede causar parálisis respiratoria.

II.3.8 Herbicidas y alguicidas. Los herbicidas han sido muy usados en agua dulce, pero tienen aplicaciones muy limitadas en sistemas marinos. En estanques de camarón se ha usado de manera muy limitada un compuesto de cobre (Aquatrine®), como método de control de algas.

II.3.9 Aditivos químicos. Avances recientes en acuicultura, han tenido resultados exitosos en la incorporación de pigmentos artificiales y naturales, vacunas e inmunoestimulantes en peces y crustáceos. No existen datos de daños al ambiente o a la salud humana, a pesar de que éstos han sido usados como aditivos en animales terrestres desde hace tiempo.
Entre los más usados figuran a) astaxantina en el Oeste de Europa y en Norteamérica, para obtener coloración en salmón en la fase final de crecimiento; b) antioxidantes; c) carotenoides; d) atractantes de alimento, usados en peces marinos y abulón; e) inmunoestimulantes, de uso todavía limitado, aunque está incrementando en todo el mundo; f) vitamina C, de amplio uso, pues crea resistencia a las enfermedades en peces. En camarón tigre la deficiencia de vitamina C, ocasionó incompetencia para la muda y malformaciones del caparazón. Se usa en todas las etapas de desarrollo de salmón y juveniles de camarón tigre.
II.3.10 Anestésicos. Los anestésicos en acuicultura son usados para la inmovilización de los organismos durante los desoves y transporte. Los anestésicos se emplean en dosis muy bajas de manera que no representan peligro para el ambiente. Entre los anestésicos usados se encuentran la benzocaina, dióxido de carbono, 2-fenoxietanol, quinaldina, metanosulfonato de tricaína (MS222).

II.3.11 Hormonas. El uso de extractos de pituitaria de carpa, hormonas semi-purificadas y purificadas, junto con otros péptidos sintéticos, juegan un importante papel en la acuicultura. El uso de estos compuestos permite controlar o inducir la ovulación. De esta manera se puede manipular el ciclo de vida de varias especies en sistemas controlados, permite también realizar hibridaciones. El uso reciente de hormonas permite la reversión sexual de peces, encaminados a la producción de líneas monosexo.
Entre las hormonas usadas se encuentra: a) la hormona del crecimiento (HC, somatotropina), que se considera que tiene un buen potencial para acelerar el crecimiento y mejorar la conversión alimenticia; en la actualidad 17 países han permitido el uso de preparaciones con HC para uso agrícola; b) 17a-metiltestosterona, usada ampliamente como agente androgénico en la masculinización de salmónidos y tilapia; c) 17b-estradiol, usada como medio para controlar el sexo en teleósteos. Actualmente existen evidencias de que este compuesto puede estimular el cáncer de próstata en los humanos, promover tumores renales en roedores y acciones tumorogénicas en trucha; d) inductores de la ovulación, que incluyen pituitaria de carpa y gonadotropina coriónica humana y e) serotonina, como inductor de desoves en almeja gigante.

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Articulos Acuicolas - Metodos para la desinfecion de instalaciones piscicolas (Ultima parte)

6. ERRADICACIÓN DE ENFERMEDADES Y LIMPIEZA COMPLETA DE LA INSTALACIÓN

Esta acción puede se necesaria para el control de las enfermedades cuando en un lugar ocurren enfermedades importantes que son intratables y en los que existe la opción de erradicarlas. El diagnóstico confirmativo de una enfermedad registrada en la lista o de una enfermedad emergente importante, aunque no listada, que ocurre por primera vez en un criadero concreto, en un lugar concreto (i.e. en una instalación de cuarentena), o dentro de una región o país de los que se creía que estaban libres de esa enfermedad, constituyen eventos indicativos de que puede ser aconsejable o necesario erradicar la enfermedad despoblando la instalación afectada y realizando una desinfección exhaustiva de toda la instalación o de parte de la misma.

El cultivo rotatorio en la instalación afectada durante un periodo de tiempo definido puede ser aconsejable en algunas situaciones (véase el capítulo 1.7.1, Directrices para el cultivo rotatorio en acuicultura en el Código de animales acuáticos).

Se pueden realizar los siguientes pasos/acciones para lograr la erradicación de una enfermedad mediante la limpieza completa de una instalación (LCI):

6.1. Despoblación de todas las existencias de camarones vivos de una instalación afectada

a) Se interrumpe la repoblación de la instalación.

b) Recolectar y vender (en caso de que esté permitido) las existencias comercializables en los circuitos comerciales normales. En algunas circunstancias puede ser aconsejable cocinar el producto antes de su comercialización. La cocción al vapor en agua hirviendo matará o inactivará todos los agentes conocidos de la enfermedad de los camarones.

c) Cuando se trata de existencias no comercializables, caben las siguientes opciones para su eliminación tras la recolección:

i) Incineración: se queman los camarones recogidos en una incineradora que esté homologada (si es necesario) por el gobierno. Las limitaciones de este procedimiento son inherentes a la eliminación de los camarones. Es decir, los camarones contienen gran cantidad de agua y, por tanto, este procedimiento puede sólo puede aplicarse con pequeñas cantidades de camarones o con cantidades mayores si los camarones se han secado antes de la incineración.

ii) Soterramiento: aunque esta técnica debería aplicarse en un número mayor de casos, aún tiene sus limitaciones. Se deben colocar los camarones en un hoyo de suficiente profundidad para que quepan todos, con 50 cm adicionales para el relleno que ha de cubrir los camarones. El hoyo debe estar a cierta distancia de la instalación sometida a LCI (limpieza completa de la instalación) TCU y a una distancia similar de cualquier otra instalación de cultivo de camarones. El agua del drenaje de la zona del hoyo no desembocará en el acuífero desde el cual se bombea el agua original al lugar de limpieza completa (o cualquier lugar de cultivo de camarones) o en la zona (estuario o playa) desde la que procede el agua original. Una vez seleccionado el lugar adecuado, se puede proceder al soterramiento. El fondo del hoyo debe cubrirse con óxido de calcio (cal viva) en una proporción de aproximadamente 500 g/m2 (5.000 kg/ha) o con hidróxido de calcio (cal rebajada o hidratada) en una proporción de unos 150 g/m2 (1.500 kg/ha). Los camarones deben colocarse dentro del hoyo en capas de unos 10 cm de espesor, cubriendo cada capa con cal rebajada o con cal viva en cantidad suficiente para cubrir por completo la capa de camarones (equivalente a más o menos 33–100% del peso de los camarones). El hoyo completo, incluyendo la capa superior de camarones debe cubrirse con un mínimo de 50 cm de tierra de relleno. En algunos lugares, debe consultarse a los funcionarios locales de medioambiente, sanidad pública y zonificación antes de cavar los hoyos para el soterramiento de los camarones.

6.2. Desinfección de tanques y estanques de cultivo

Para los métodos de desinfección, véase el apartado correspondiente de la sección C.5.

6.3. Procedimientos de limpieza de los componentes de una instalación distintos de las áreas

de cultivo

Para que la LCII sea efectiva, puede ser necesaria una desinfección de la instalación completa después de que se hayan recolectado o eliminado los camarones de alguna otra forma. Tras la despoblación de la instalación, debe identificarse a cualquier portador animado o inanimado del agente de la enfermedad para su eliminación o para la desinfección exhaustiva de la instalación. Es fácil comprender el movimiento de los agentes patógenos entre los camarones vivos o los numerosos camarones muertos, lo que no puede decirse de su movimiento por la vía de los componentes inanimados. De ahí que todas las áreas, unidades, subunidades o componentes que se contaminan o son potencialmente contaminables deben someterse a un proceso de limpieza y desinfección. Consúltese la lista de desinfectantes y los correspondientes métodos de aplicación en el cuadro 1 de la sección A y la sección C.5.1.

a) Edificios

El régimen de desinfección debe ser específico para cada edificio y depende del patrón de uso del mismo.

i)                     Edificios de oficinas: lo más frecuente es que por estos edificios transiten a pie las personas que han estado en edificios o áreas de cultivo contaminadas. Por esa razón, los principales focos de atención deberán ser los suelos y las unidades de almacenamiento en frío del edificio Deben limpiarse los suelos de forma exhaustiva (si no son porosos) con detergentes estandarizados y soluciones de limpieza, y a continuación secarse de forma concienzuda. Si los suelos tienen alfombras, deberían de aspirarse y limpiarse con un detergente adecuado para las alfombras, o limpiarse al vapor. Todas las demás áreas de estos edificios, como paredes, lavabos, mesas, neveras, congeladores, etc., deben examinarse para ver si hay materiales contaminantes (i.e. camarones congelados en los congeladores) y cualquiera de esos elementos y su contenedor deben limpiarse y eliminarse siguiendo pautas sanitarias.

ii)                   ii) Edificios de cultivo: debe suponerse que estos edificios han estado en contacto directo con agentes causales de enfermedades y, por tanto, habrá de tratárseles de forma diferente a la empleada con los edificios de oficinas. El régimen de desinfección de estos edificios consta de dos fases. En la primera, debe barrerse y/o aspirarse a fondo el edificio para eliminar la mayor cantidad posible de desechos tanto orgánicos como inorgánicos. En la segunda fase se aplica el tratamiento con cloro. Debe aplicarse una solución de cloro (~1600 ppm) rociando todas las superficies a prueba de corrosión por el cloro. Las superficies que no deban clorarse, se pasa una esponja con solución yodófora de, como mínimo, 200 ppm de yodo libre. Luego se las cubre con plástico u otro material protector. Las superficies del suelo pueden clorarse con una solución de cloro de200 ppm, suficiente para que las superficies se empapen hasta una profundidad de 5 cm. Se las deja en ese estado durante un mínimo de 48 horas. Si alguna de las superficies rociadas es susceptible a la corrosión por cloro, se lava con agua dulce tras las 48 horas de tratamiento.

Para los edificios en los que la desinfección con cloro no resulta práctica, puede considerarse la fumigación con gas formaldehído. Después de una limpieza general se puede iniciar la fumigación de un edificio que se pueda sellar. El proceso completo, desde la primera fumigación hasta que el edificio puede ocuparse de nuevo debe durar un mínimo de 36–60 horas. Debe sellarse bien el edificio durante la fumigación, de forma que el gas no pueda escapar por ningún medio tras la fumigación. Si es posible, debe cortarse el fluido eléctrico del edificio. Para la desinfección con gas formaldehído, debe haber una atmósfera de 18°C con una humedad relativa alta (preferiblemente saturada, i.e. los suelos mojados, etc.). Para preparar el gas formaldehído, se añaden 17.5 g de permanganato potásico a cada 35 ml de formalina al 100% (una solución acuosa al 37– 39% de gas formaldehído) por cada 2.83 m3 (100 pies3) de espacio. Lo ideal sería que cada compartimiento del edificio tuviese su propia fuente de gas formaldehído para asegurarse de que todas las áreas del edificio se tratan de modo uniforme. Deben pesarse por separado las cantidades adecuadas de cada compuesto (permanganato potásico y formalina); la formalina debe colocarse en un recipiente que no sea de plástico, con un volumen 10 veces superior al volumen combinado del permanganato potásico y la formalina juntos. (La persona que realice la fumigación con gas formaldehído debe llevar vestimenta externa impermeable para protegerse la piel y una máscara para gas formaldehído homologada y unas gafas o una pantalla facial para protección de los ojos.) Deben colocarse los recipientes con las cantidades adecuadas de los dos reactivos en el suelo, en el centro de la habitación y sobre una esterilla protectora (de plástico) desechable. En ese momento no deben mezclarse aún la formalina y el permanganato potásico. Cuando todas las habitaciones tengan las cantidades adecuadas de cada uno de los dos componentes, se haya sellado herméticamente el edificio y se haya acondicionado convenientemente la atmósfera, puede iniciarse la fumigación. Debe hacerse la mezcla de los dos componentes de forma rápida y cuidadosa, ya que la reacción se produce de forma inmediata y en cierto modo violenta a medida que se emite el gas formaldehído. Comenzando por la habitación más alejada de la salida al exterior, se añade el permanganato a la formalina y hace los mismos en la siguiente habitación. Cuando se haya terminado con todas las habitaciones se cierra con llave la puerta exterior y se sella con cinta desde el exterior. Se deja que el edificio permanezca en esas condiciones durante un mínimo de 12 horas. Transcurrido ese tiempo, se deja que el edificio se ventile con aire limpio durante 24–48 horas. Cuando se permita el acceso de la gente al edificio, no debe haber olor a formaldehído.

Una forma alternativa de generar gas formaldehído es la sublimación de paraformaldehído en polvo. Por cada 2.83 m3 (100 pies3) de espacio, deben usarse unos 28 g de paraformaldehído. Se puede sublimar colocándolo en una sartén eléctrica, que, a su vez, se coloca en alto. Este procedimiento es algo más peligroso, porque el formaldehído es inflamable y una chispa producida por la sartén puede, en teoría, encender el gas. Para el uso del paraformaldehído, deben seguirse los mismos procedimientos indicados anteriormente para la mezcla de la formalina y el permanganato y para la ventilación, etc..

iii)                  Edificios de procesamiento: estos edificios se suelen construir para permitir una desinfección rutinaria. Los procedimientos seguidos en la operación rutinaria de tales edificios son adecuados para la limpieza completa de las instalaciones (LCI), siempre que también se desinfecten y se sequen a fondo el edificio, sus habitaciones de frío y sus congeladores. Si se estima conveniente, puede aplicarse la fumigación con gas formaldehído a fin de asegurar la destrucción de los agentes patógenos pertinentes.

iv)                 Otros edificios: edificios como almacenes de alimentos, mantenimiento, cuartos de herramientas, etc, deben tratarse de forma similar al edificio de oficinas. Debe ponerse especial cuidado en la eliminación de de todos los desechos de tamaño grande, que suelen encontrarse en abundancia dentro de esos edificios. Las superficies potencialmente contaminadas de tales edificios deben rociarse con cloro y dejarse en ese estado 24– 48 horas. A continuación deben lavarse con agua dulce. Todo el equipo, que no deberá exponerse a la acción corrosiva del cloro, será retirado antes del rociado, y se desinfectará con 200 ppm de yodóforo mediante el tipo de desinfección utilizada con superficies. Tras su desinfección, el equipo puede introducirse de nuevo en el edificio. Otra opción para este tipo de edificios es la fumigación con gas formaldehído.

b) Equipamiento y sistemas de soporte para el cultivo

Se trata de unidades operativas de la instalación de cultivo de camarones que pueden estar alojadas en un edificio.

i) Sistemas Artemia: todas las unidades y tanques de descapsulación y eclosión de los quistes de Artemia deben tratarse de la misma forma que los demás tanques. Deben limpiarse los desechos de tamaño grande de los tanques, luego deben llenarse completamente de agua limpia e hipoclorito cálcico para lograr una concentración final de 200 ppm (de Cl2 libre). Dejar que la cloración continúe durante 24–48 horas. Se puede clorar la parte exterior de esos tanques mediante rociado (1.600 ppm de cloro). Los tanques tratados pueden descolorarse luego con tiosulfato de sodio, vaciarse, lavarse con agua dulce dejando que se sequen durante un mínimo de una semana. Pueden retenerse los recipientes cerrados de quistes de Artemia de la instalación. No obstante, su superficie debe desinfectarse con cloro (200 ppm) o yodóforo (200 ppm).

ii) Sistemas de algas: los recipientes, tanques, estufas y habitaciones utilizadas para producir algas para la alimentación de formas larvarias de los camarones pueden manejarse y desinfectarse de modo casi idéntico al empleado para otros sistemas de tanques. La única diferencia importante es que debe asegurarse de que se han lavado todos los residuos de cloro de las unidades antes de volverlas a usar. En el caso de los tubos, frascos, bombonas y recipientes para cultivo de algas, puede usarse una combinación de lavado con ácido (10% HCl) y esterilización al vapor en lugar de la desinfección con cloro o con yodóforos.

No es posible la desinfección de cultivos existentes de algas vivas. La utilización de la desinfección está claramente fuera de lugar; cualquier compuesto que matara al agente de la enfermedad acabaría igualmente con las algas. De ahí que sólo existan dos formas de minimizar la probabilidad de que el agente patógeno este presente en las existencias de cultivo.

– Dilución: todos los cultivos stock pueden clonarse a partir de las propias existencias. Cada cultivo debe diluirse ya sea por diluciones seriadas (para caldo de cultivos) o veteado para colonias individuales (cultivos en agar). Todas las diluciones se deben hacer empleando técnicas estrictamente asépticas, autoclavando adecuadamente todos los medios. El paso desde los cultivos stock no debe ocurrir hasta que la habitación para cultivo de algas haya sido desinfectada según los procedimientos referidos anteriormente para los edificios. Una vez que un cultivo se haya diluido y clonado por cualquiera de esos métodos hasta el punto en que sólo permanece una célula del cultivo original, es insignificante el riesgo de que el agente de la enfermedad (de los camarones) pueda estar presente

– Nuevos cultivos stock: Si se desechan los cultivos stock existentes como parte de una LCI, deben comprarse nuevas existencias en los laboratorios suministradores de algas, u obtenerse de otras fuentes en las que no es probable la existencia de contaminación por el agente causal de la enfermedad (de los camarones), como es el caso de las fuentes en las que las especies deseadas son aisladas de las poblaciones silvestres de algas. Los nuevos stocks de cultivo no deben proceder de una instalación que también cultive camarones y pueda estar contaminada con los agentes de la enfermedad de los camarones.

iii) Equipamiento de los criaderos: las redes, jábegas, mangueras de aire porosas, etc., que son relativamente baratas y fáciles de obtener deben desecharse y eliminarse de las instalaciones durante la LCI en lugar de desinfectarlas, puesto que no son fáciles de desinfectar y el cloro puede dañarlas y acortar su vida útil.

El equipo no desechable, como las mangueras flexibles de plástico de gran tamaño, las bombas y tubos, tanques de transferencia, jaulas, jaulas de cosecha, mesas de cosecha, discos Secchi, menaje de vidrio del laboratorio, etc., debe empaparse con cloro en soluciones de 200 ppm durante 24–48 horas. La mejor forma de hacerlo es colocar esos objetos en los tanques llenos con soluciones de cloro de 200 ppm. Deben sumergirse totalmente todos los elementos (poniendo los objetos más pesados sobre los que tienden a flotar). Un buen truco es colocar todo lo que esté suelto o pueda desatarse de su punto de atadura (excepto lo que se vaya a desechar), en la solución de cloro de 200 ppm de los correspondientes tanques.

En el caso de elementos similares asociados con los estanques, aquellos deben colocarse en series especiales de tanques colocados junto a los respectivos estanques. Esos tanques deben llenarse con soluciones cloradas de 200 ppm. Después de la cloración, esos elementos deben dejarse secar quedando expuestos a esterilización natural por UV (luz solar). Se les debe dar la vuelta al menos una vez para exponer todas las superficies de los elementos a la luz solar directa.

Las herramientas y la maquinaria, como tractores, camiones, generadores de luz portátiles y fijos, etc., deben limpiarse concienzudamente con soluciones de limpieza estándar. Debe retirarse de esos elementos cualquier resto de lodo, alimento para camarones, etc. A continuación, la desinfección de superficies que han podido contaminarse durante su uso normal, debe complementarse con un lavado a base de una solución yodófora (a una concentración de 200 ppm) o con limpieza al vapor.

Las pequeñas herramientas e instrumentos, como las básculas y balanzas, instrumentos de prueba, pequeñas herramientas eléctricas, etc., deben limpiarse cuidadosamente con una esponja empapada con solución de cloro de 200 ppm si son de plástico inerte, o con 200 ppm de yodóforo si son de otros materiales. Luego se deberían colocar de nuevo en sus respectivos edificios durante la fumigación con formaldehído. El equipo electrónico de prueba de alta precisión no debe someterse a fumigación, sobre todo si la probabilidad de que se haya contaminado en alguna ocasión es muy pequeña.

iv) Tuberías de “agua nueva”: todas las tuberías de agua nueva que se hallan dentro de los edificios, especialmente las que están cerradas por un extremo o terminan con varias ramificaciones deben rellenarse con una solución de cloro de al menos 200 ppm. La solución de cloro debe mantenerse dentro de la tunberías durante un mínimo de 24– 48 horas, y a continuación deben lavarse las tuberías con agua limpia. Las tuberías también pueden desinfectarse recirculando en ellas agua caliente (>60ºC) durante varias horas.

v) Uniformes, botas, etc.: todos los elementos de la indumentaria de los empleados se deben o bien desechar o bien lavar a fondo y desinfectar. En el caso de la vestimenta, como los monos, un lavado con lejía de cloro es suficiente, especialmente si se acompaña de secado al sol. Otros elementos, como botas, guantes, y cualquier otro elemento que no forme parte de la indumentaria pueden empaparse sin problema con una solución de cloro a 200 ppm. A continuación se lavan con agua dulce. Estos elementos deberían encontrarse dentro de los correspondientes edificios en el momento de la fumigación con formaldehído.

vi) Elementos relacionados con la alimentación: todos los elementos utilizados para la alimentación, como piensos preparados, alimentos frescos (i.e. calamares, lombrices acuáticas rojas cortadas, Artemia congelada, moluscos bivalvos, etc.) deben retirarse de la instalación remplazándolos con nuevos alimentos procedentes de fuentes que se sabe que no están contaminadas con agentes causales de enfermedades de camarones

7. REPOBLACIÓN DE CRIADEROS DESINFECTADOS

Después de una LCI, la repoblación de las instalaciones desinfectadas de los criaderos se debe realizar con existencias que se sabe que están libres de las enfermedades que aparecen en la lista del Código de animales acuáticos o de otras enfermedades emergentes o importantes.